Нервы в раковых опухолях

Сегодня на нашем портале – очередная нечастая статья из рубрики «Для врачей». Мы умышленно иногда публикуем у себя переводные или оригинальные тексты, которые ориентированы именно на специалистов – поскольку они представляют собой ценность для врачей-неврологов, которых немало среди наших читателей. В январе 2020 года в журнале Nature Reviews Cancer появилась очень интересная статья, посвященная нервам в различных раковых опухолях. Коллеги с портала vrachu.ru специально для нас перевели этот текст, и мы с благодарностью его публикуем.

 


В многочисленных исследованиях было продемонстрировано, что периферические нервы участвуют в патогенезе злокачественных новообразований, являясь важным компонентом микроокружения опухоли. Есть данные, что периферические нервы (симпатические, парасимпатические и чувствительные) взаимодействуют с опухолевыми и стромальными клетками, способствуя инициации и прогрессии различных солидных и гематологических злокачественных новообразований. Кроме того, современные работы свидетельствуют о том, что опухоли способны активировать нейро-зависимые процессы развития и регенерации, способствующие их росту и выживанию.

В этой статье авторы рассматривают возникшие концепции и обсудим терапевтические подходы нацеленные на нервную передачу для профилактики и лечения рака.

Введение

 Сеть вегетативных и чувствительных нервов, расположенных на периферии — периферическая нервная система (ПНС), помогает организму координировать процессы на молекулярном, клеточном и органном уровнях, позволяя поддерживать гомеостатический контроль. Эта скоординированная система постоянно контролирует артериальное давление, pH и метаболизм, чтобы организм мог адаптироваться к внутренним и внешним факторам. Точно так же, опухоли должны регулировать процессы в организме, чтобы обеспечить свое выживание [1]. Все больше фактов свидетельствует о том, что опухоли, так же как и здоровые ткани, участвуют в образовании нейронных связей, обеспечивая себе тем самым рост и прогрессирование [2-5].

Вегетативная, или автономная нервная система (ВНС), называется так, потому что классически считается неподвластной сознательному контролю, входит в состав ПНС и делится на симпатическую нервную систему (СНС) и парасимпатическую нервную систему (ПСНС) [6]. На клеточном уровне нервы СНС и ПСНС состоят из двух последовательных нейронов, первый из которых берет начало в спинном мозге или стволе (центральная нервная система (ЦНС)), а второй — в периферическом ганглии. Называются они преганглионарные и постганглионарные нейроны, соответственно. Симпатические и парасимпатические нервы объединяет то, что тела их постганглионарные нейронов находятся вне ЦНС и располагаются относительно близко к железам и органам, которые они иннервируют (Рис. 1). Таким образом, постганглионарные нервы находятся под воздействием микроокружения, которое они иннервируют, и, в свою очередь, способны быстро реагировать на изменения в микроокружении опухоли (tumour microenvironment — TME). Поскольку тела нервных клеток близко расположены к TME, их реакция на раздражители не ограничивается классическим высвобождением предварительно сформированных нейротрансмиттеров, а распространяется на изменение транскрипции, трансляции и динамики цитоскелета. Новые исследования показывают, что чувствительные нервы, которые, как считается, действуют в качестве информационных передатчиков ЦНС, аналогичным образом взаимодействуют с TME [7–11] и влияют на него. Тем не менее, важно отметить, что, поскольку тела вегетативных нейронов расположены вблизи, но вне органов, которые они иннервируют, их генетический материал часто не охватывается при исследовании опухоли, и поэтому их вклад в TME может быть недооценен.

В XVI веке было замечено, что нервы и кровеносные сосуды расположены рядом друг с другом [12], и необходимы для поддержания функционирования органа. Поскольку опухолям необходимы те же структуры для роста и выживания, было выдвинуто предположение, что пересечение этих структур может обеспечить контроль за развитием рака. И почти два столетия назад эта гипотеза была проверена впервые, когда хирурги пытались лечить новообразования губ, пересекая тройничный нерв и сопровождающие его кровеносные сосуды [13]. При этом достигался симптоматический эффект (уменьшение изъязвления и боли), но всем четырем пациентам в исследовании в конечном итоге потребовалось хирургическое удаление опухоли. Только в последнее десятилетие были объяснены молекулярные механизмы и вклад нервов в опухолевое микроокружение. Во многом это связано с технологическими достижениями, которые позволили получать точные изображения для изучения влияния TME на возникновение и прогрессирование рака. Точно так же технологии помогли понять, как опухоли активируют нейрогенные пути развития подобные общему органогенезу. Опираясь на данные клинических исследований, разрабатываются новые терапевтические методы лечения рака, направленные на взаимодействие между нервами и TME.

 

В этой статье на основе обзора, опубликованного в журнале Nature, рассматриваются современные представления о роли нервов в регуляции опухолевого микроокружения [14]. Мы также обсудим потенциальные точки приложения для разработки новых методов лечения рака.

Рисунок 1 (Адаптировано из Ali H. Zahalka, et al, 2020 [14]).Вегетативная иннервация основных локализаций первичных опухолей у мышей: анатомические мишени для преганглионарной и постганглионарной хирургической денервации.

На схеме представлена пре- и постганглионарная иннервация ПСНС (фиолетовый цвет) и СНС (зеленый цвет) некоторых органов, в которых нервы участвуют в прогрессировании заболевания. В местах возможной пре- и постганглионарной денервации экзокринных желез выделены анатомические ориентиры. Начало СНС изображено в грудном и поясничном отделах спинного мозга. Пунктирными линиями показаны преганглионарные нейроны, а сплошными — постганглионарные. Звездочка указывает на чувствительные ядра (узлового ганглия).


Иннервация опухолей

Точно так же, как увеличение образования кровеносных сосудов необходимо для роста опухоли, увеличение удельного веса сосудов является одним из первых гистологических изменений, наблюдаемых в опухолевых тканях. Более того, по мере того, как опухоль прогрессирует из предракового состояния, плотность нервов почти удваивается по сравнению с неопухолевой тканью аналогичного возраста [2, 15]. Также было обнаружено, что увеличение удельного веса нервов в опухолевой ткани коррелирует с большей агрессивностью заболевания, а именно при раке предстательной железы, толстой и прямой кишок, головы и шеи, молочных желез, поджелудочной железы, желудка и легких [3,5,15–20]. Различные инструменты использовались для изучения роли иннервации опухоли относительно возникновения и прогрессирования заболевания, далее мы рассмотрим их.

Исследования денервации

Подобно проводам, подающим ток в цепь, нервы передают регуляторные сигналы в ткани. Перерыв нервов (денервация) прекращает эту связь. Так можно исследовать влияние нервной иннервации на ткани-мишени.

Звучит просто, но пересечение нервов, иннервирующих интересующую область, требует глубокого понимания нейроанатомии, так как перерезание крупного нерва может привести к серьезным осложнениям и смерти [22]. Для отслеживания характера иннервации тканей (таблица 1) было разработано множество методик, большинство из которых основаны на ретроградном аксональном транспорте инъецируемых красителей или заражении нейротропными вирусами, экспрессирующими флуоресцентный белок [22, 23]. Затем, используя полученные карты иннервации (Рис. 1), исследователи смогли изучить вклад нервов в инициацию, прогрессирование и метастазирование опухоли. Тем не менее, стоит понимать, что полученные карты иннервации основаны на исследованиях нормальных органов, а не пораженных раком. Поэтому, необходимы дальнейшие исследования иннервации опухолевых тканей.

Среди всех органов иннервация предстательной железы является одной из наиболее изученных из-за ее анатомически отдельной (и, следовательно, легко манипулируемой) симпатической и парасимпатической иннервации. У крыс вся симпатическая иннервация происходит за счет парного гипогастрального нерва, а парасимпатическая — за счет парного тазового нерва [24]. Было обнаружено, что перерезка гипогастральных нервов останавливает возраст-ассоциированный рост железы и нарушает морфологию эпителия простаты [25,26]. Предполагается, что эти нервы обеспечивают необходимые трофические факторы для поддержания гомеостаза ткани железы. Чтобы проверить, имеют ли симпатические нервы сходный эффект при раке предстательной железы, проводилось  двухстороннее хирургическое пересечение гипогастральных нервов, что приводило к регрессии опухоли на PC3 ксенографтной мышиной модели и ингибированию роста опухоли у мышей с MYC-индуцируемым раком предстательной железы [5]. Аналогичным образом симпатическая денервация языка путем двустороннего удаления верхних шейных ганглиев ингибировала рост опухоли и ее инвазию в модели плоскоклеточного рака языка, вызванного канцерогеном, у мышей [17]. Пересечение эпигастрального нерва, идущего к паховой молочной железе у крысы (анатомически сходной с грудной молочной железой (рис. 1) у людей), а также внутриопухолевая генетическая эрозия симпатических нервов (достигнутая внутриопухолевым введением вирусного вектора, несущего антиген дифтерийного токсина), ингибировала рост ортотопического рака молочной железы.

Кроме того, было обнаружено, что денервация с помощью хирургического удаления чревного и верхних брыжеечных ганглиев повышает эффективность химиотерапии в трансгенной мышиной модели рака поджелудочной железы. Однако влияние изолированной ганглионэктомии (без химиотерапии) на прогрессирование рака не оценивалось [4].

 

Таблица 1 (Адаптировано из Ali H. Zahalka, et al, 2020 [14]). Инструменты для исследования иннервации микроокружения опухоли

Инструменты Механизм Применение Ссылки
Линия мышей
Avil-Cre трансгенная мышь Периферическая чувствительная нейроспецифическая Cre рекомбиназа (не экспрессируется в ЦНС) Позволяет специфически осуществлять делецию генов в чувствительных нервах или деплецию нервов при скрещивании мышей DTA-knock-in или DTR-knock-in 201,202
Ngf-knock-in мышь Ген Ngf, которому предшествует стоп-кодон, в

локусе ROSA26

При скрещивании с мышиным штаммом, экспрессирующим Cre (например, эпителиальная или стромальная Cre), увеличивается продукция NGF и иннервация ткани. 4,60
Nav1.8 Cre-knock-in мышь Экспрессирует Cre рекомбиназу из эндогенного натриевого канала локуса Scn10a Позволяет избирательно осуществлять делецию генов в ноцицептивных нервах или деплецию ноцицептивных нейронов при скрещивании мышей  DTA-knock-in или DTR-knock-in 203
TrkAF592A-knock-in или TrkBF616A-knock-in мыши TRK-knock-in аллели с модифицированными киназными доменами, позволяющие фармакологически ингибировать наномолярные концентрации производных селективного ингибитора киназы семейства SRC PP1 (1NMPP1 или 1NaPP1) Временное фармакологическое ингибирование иннервации TME

 

 

119,204
Trkb CreERT2-knock-in  мышь Тамоксифен-индуцированная нейро-специфическая Cre-рекомбиназа Позволяет временно контролировать экспрессию генов, в частности в чувствительных нервах, или осуществлять деплецию нервов при скрещивании DTA-knock-in или DTR-knock-in мышей. 83
Нейротоксин
6-гидроксидопамин Моноамин, который захватывается на периферии постсинаптическими адренергическими нейронами, вызывая свободнорадикальную деструкцию нервных окончаний При неонатальном введении вызывает постоянную тотальную симпатэктомию, тогда как у взрослых он вызывает только временную периферическую симпатэктомию (так как не проходит через ГЭБ) 2,5,31,32
RTX Суперагонист сенсорного кальциевого канала TRPV1, вызывающий кальций-опосредованную гибель нейронов При неонатальном введении вызывает постоянную тотальную сенсорную денервацию, тогда как у взрослых он вызывает временную периферическую сенсорную денервацию 10,205
Капсаицин Агонист TRPV1, вызывающий цитотоксичность в высоких дозах Менее эффективен, чем RTX. Требует повторных инъекций или включения в ежедневный корм мыши, чтобы вызвать длительную сенсорную денервацию 3,11,39,206
Ботулотоксин Бактериальная протеаза, захватываемая эндоцитозом на аксональном конце, избирательно расщепляет синаптические белки, предотвращая высвобождение ацетилхолина При введении в ткань вызывает ее временную холинергическую денервацию 3,18,33,207
Хирургическая денервация
Механическая неврэктомия Пересечение аксонального отростка нерва или удаление ганглия Физиологическое нарушение иннервации тканей 3-5, 8,9,17
Генетический вектор
AAV Вирусный вектор, который стабильно и предсказуемо интегрирует желаемую инженерную генетическую информацию в нейроны с минимальной нейротоксичностью При инъекции периферически в ткань он ретроградно движется к иннервируемому ганглию селективно, с помощью сгенерированного промотора (например, тирозингидроксилазы). 27,208
Нейромодуляция
Оптогенетические ионные каналы Светоактивируемые ионные каналы с высокоточной пространственной и временной активацией и инактивацией При экспрессии в периферических нервах in vivo они обеспечивают точный пространственно-временной контроль нервного возбуждения и высвобождения нейромедиатора 209
Хемогенетические рецепторы Рецепторы, сопряженные с G-белком, которые модулируют нейронное возбуждение путем изменения внутриклеточных уровней вторичных мессенджеров, таких как цАМФ и кальций При экспрессии в нервах in vivo они обеспечивают временной (и в некоторой степени пространственный) контроль нервного импульса и высвобождения нейромедиатора 208,210
Ионный канал NaChBac Прокариотический натриевый ионный канал с пролонгированной кинетикой инактивации При экспрессии в нервах in vivo он способствует усилению нервной передачи и высвобождению нейротрансмиттеров 27,211

AAV, адено-ассоциированный вирус; ГЭБ, гематоэнцефалический барьер; DTA, антиген дифтерийного токсина; DTR, рецептор дифтерийного токсина; NGF, фактор роста нервов; RTX, резинифератоксин; TRK,тропомиозин-рецепторная киназа;


 

Чтобы селективно прервать иннервацию определенного органа без постоянной хирургической денервации, было разработано несколько химических методов (Таблица 1). Одним из широко используемых методов денервации является химическое повреждение адренергических нервных окончаний миметиком дофамина — 6-гидроксидопамином (6OHDA). Поскольку молекула этого препарата является полярной, он не преодолевает гематоэнцефалический барьер у взрослых мышей и, следовательно, не влияет на ЦНС или надпочечники [28]. В то время как введение 6OHDA новорожденных мышам приводит к постоянной симпатэктомии, у взрослых она носит временный характер, так как адренергические нервные окончания вырастают через несколько недель [ 29, 30]. Как на трансгенных, так и на ортотопических мышиных моделях рака молочной железы длительная химическая симпатэктомия при помощи 6OHDA снижает внутриопухолевые уровни норадреналина и ингибирует рост опухоли [31]. Подобный ингибирующий эффект на рост опухоли был зарегистрирован после симпатэктомии с помощью 6OHDA на ортотопических и трансгенных мышиных моделях меланомы и рака простаты [2,5,32]. Анализ экспрессии генов из лазерной микродиссекции стромы предстательной железы выявил сходные паттерны экспрессии генов как из хирургически, так и из химически денервированных простат, что указывает на то, что оба подхода дают эквивалентные результаты [33].

Рак предстательной железы развивается из железистого эпителия [34], который в значительной степени иннервируется адренергическими нервами, а рак поджелудочной железы в основном происходит из протокового эпителия в экзокринной части поджелудочной железы, который иннервируется сенсорными и адренергическими, а также частично холинергическими нервами [35, 36]. В отличие от адренергической иннервации, которая равномерно распределена по поджелудочной железе, сенсорная иннервация наиболее выражена в головке (т. е. в пределах экзокринной части) поджелудочной железы, и в равных частях исходит из блуждающего нерва и чревного ганглия [37]. Головка поджелудочной железы является местом, где возникает большинство видов злокачественных новообразований этого органа.

В исследованиях, где применяли химическую денервацию чувствительных нервов (таблица 1), три группы независимо продемонстрировали, что неонатальная деплеция чувствительных нервов уменьшает инициацию предракового состояния — панкреатической интраэпителиальной неоплазии (PanIN) и ингибирует переход от стадии PanIN к аденокарциноме протокового эпителия (PDAC) вавтохтонных трансгенных мышиных моделях рака поджелудочной железы, которые точно воспроизводят патологию человека [10,11,39].

Подобно проонкогенному вкладу чувствительных нервов в прогрессирование рака поджелудочной железы, было также показано, что снижение уровня чувствительного нейропептида — субстанции Р, уменьшает метастазирование в ортотопической мышиной модели рака молочной железы [7]. Большинство видов рака молочной железы развивается из протокового эпителия [40], при этом в опухолевый процесс дополнительно вовлекаются чувствительные нервы. В дополнение к большому чувствительному компоненту в брюшной полости, блуждающий нерв также обеспечивает парасимпатическую иннервацию поджелудочной железы [41]. Парасимпатические холинергические нервы иннервируют в основном строму и железистый эпителий поджелудочной железы [36,42]. В отличие от химической денервации чувствительного компонента блуждающего нерва (при помощи резинифератоксина или капсаицина), хирургическая перерезка блуждающего нерва (которая разъединяет как парасимпатические, так и сенсорные аксоны в смешанном нерве), продемонстрировала в двух независимых группах ускорение прогрессирования рака поджелудочной железы от этапа PanIN до PDAC [43,44]. Оба исследования обнаружили, что ваготомия усиливала воспаление поджелудочной железы и стимуляцию макрофагов, ассоциированных с опухолью (ТАМ), двух взаимосвязанных, хорошо известных протуморогенных факторов [39,45,46]. Это предполагает изменения в составе TME, которые мы подробно обсудим ниже.

Результаты исследования показали, что, в отличие от ваготомии при раке поджелудочной железы, пересечение блуждающего нерва при раке желудка оказывает противоопухолевое действие [3]. Более 95% случаев опухолей желудка составляют аденокарциномы, возникающие из эпителия желез желудка [47]. Секреторный эпителий желудка хорошо инервирован холинергическими нервными волокнами, происходящими из ганглиев, находящихся в стенке желудка (Мейснерово сплетение), которые в свою очередь регулируются блуждающими нервами [37].

При использовании нескольких различных трансгенных аутохтонных мышиных моделей рака желудка было обнаружено, что парасимпатическая денервация путем ваготомии с пилоропластикой или путем инъекции в желудок ботулотоксина препятствовала прогрессированию от преднеопластической стадии до аденокарциномы, а при выполнении на более поздних стадиях заболевания профилактировала прогрессирование заболевания и повышала выживаемость у мышей [3]. Кроме того, было обнаружено, что денервация путем химического разрушения интрамурального сплетения ингибирует рост опухоли в автохтонной модели рака желудка, вызванной канцерогеном [48].

Модуляция нейротрансмиттеров и родственных рецепторов опухоли


Точно так же, как было установлено, что денервация оказывает ингибирующее влияние на инициацию и прогрессирование опухоли, предполагается, что увеличение нервных импульсов способствует прогрессированию опухоли. Гистологические исследования показали, что постоянная электрическая стимуляция верхнего шейного ганглия, который обеспечивает адренергическую иннервацию слюнных желез, приводит к железистой гиперплазии [49,50]. В недавнем исследовании авторы использовали генную инженерию для индукции экспрессии натриевых каналов длительного действия в адренергических нервах опухоли. Экспрессия этих каналов повышала активность адренергических нервов и уровни нейротрансмиттера норадреналина внутри опухоли, что приводило к ускоренному росту ортотопических и канцероген-индуцированных опухолей молочной железы у мышей [27].

Хронический стресс связан с повышенным уровнем заболеваемости раком и худшим клиническим прогнозом [51], также он вызывает повышение уровня циркулирующих и внутриопухолевых катехоламинов, особенно норадреналина [2, 53, 54]. Доклинические исследования злокачественных новообразований показали, что повышенная адренергическая активность вследствие стресса способствует развитию различных видов рака, включая рак яичников, предстательной, молочной и поджелудочной желез [18, 53–55]. Надпочечники (в частности, мозговое вещество надпочечников) можно отнести к симпатическими ганглиями (рис. 1), они отвечают за эндокринную выработку катехоламинов, главным образом адреналина. И хотя адреналэктомия у больных раком мышей, не испытывающих стресс, не влияет на рост опухоли или прогрессирование рака [27], билатеральное удаление надпочечников у мышей с хроническим стрессом снижает скорость прогрессии опухоли в модели трансгенного аутохтонного рака поджелудочной железы [4]. Эти данные свидетельствуют о том, что катехоламины, выделяемые надпочечниками, играют роль в инициации рака. Но необходимы дальнейшие исследования для оценки их роли в прогрессировании рака и метастазировании.

Симпатические адренергические нервы выделяют норадреналин, который передает импульсы через α- и β-адренорецепторы клеткам-мишеням. Несколько исследований показали, что введение β-адренергических агонистов суммирует проопухолевые и прометастатические эффекты стресса. В трансгенной модели рака молочной железы длительное введение неселективного β-адренергического агониста изопреналина воспроизводило эффекты стресса, вызывая увеличение метастазов в лимфатические узлы, но не влияло на рост первичной опухоли [57]. С другой стороны, исследования также показали, что применение неселективного β-блокатора пропранолола ингибирует метастазирование в лимфатические узлы и лимфангиогенез. Подобные результаты были получены в исследованиях на ортотопических мышиных моделях метастатического рака молочной железы [57, 58]. Было также обнаружено, что повышенная адренергическая активность способствует прогрессированию заболевания поджелудочной железы от пренеопластической стадии PanIN до аденокарциномы на моделях рака поджелудочной железы у трансгенных мышей [4].

Аналогичным образом, длительная терапия изопреналином ускоряла прогрессирование заболевания [4,18]. В исследованиях рака простаты у трансгенных мышей фармакологическое ингибирование β2-АР, эмбриональная делеция гена, кодирующего β2-адренергический рецептор (Adrb2) и гена, кодирующего β3-адренергический рецептор (Adrb3), или генетическая делеция Adrb2 зрелых эндотелиальных клеток ингибировала прогрессирование опухоли [2,55]. Это также позволяет предположить, что β-АР в ТМЕ опосредуют проопухолевые эффекты адренергических нервов.

Также было показано, что повышенная парасимпатическая активность оказывает протуморогенное действие. Парасимпатические нервы и специализированные хемосенсорные клетки, такие как желудочно-кишечные “пучковые” клетки [57], высвобождают ацетилхолин, который передает сигналы клеткам-мишеням через никотиновые и мускариновые рецепторы. Рак желудка усиливает экспрессию мускаринового ацетилхолинового рецептора 3 (M3-рецептора) [3]. В трансгенных и канцерогенных моделях рака желудка генетическая делеция или фармакологическое ингибирование M3-рецепторов в эпителиальных клеток желудка замедляли рост и прогрессирование опухоли [3, 60]. На трансгенных и ортотопических ксенотрансплантатных моделях рака предстательной железы стимуляция M1-рецепторов карбахолом стимулировала метастазирование в лимфатические узлы, тогда как фармакологическое ингибирование или генетическая делеция M1-рецепторов предотвращали процесс метастазирования [5]. Как уже упоминалось выше, при раке поджелудочной железы парасимпатическая и чувствительная денервация путем пересечения блуждающего нерва ускоряет прогрессирование рака [43,44]. Кроме того, стимуляция холинергической передачи сигналов с помощью неселективного мускаринового агониста бетанхола ингибирует прогрессирование рака поджелудочной железы в трансгенных и ортотопических ксенотрансплантных моделях, а генетическая делеция M1-рецепторов стимулирует прогрессирование опухоли [44]. Подобная ингибирующая роль холинергических нервов была недавно продемонстрирована как на ксенотрансплантатах человека, так и на моделях рака молочной железы у трансгенных мышей [27]. При внутриопухолевой инъекции аденоассоциированного вирусного вектора для экспрессии натриевых каналов в опухолевых холинергических нервах активность этих нервов существенно повышалась. Рост опухоли при этом замедлялся. Поскольку молочная железа является производным кожи, характер её иннервации подобен иннервации кожи, имеющей чувствительные и симпатические волокна, но не имеющей парасимпатической иннервации [61–63]. При опухолях молочной железы, возможно, происходит холинергическая дифференцировка адренергических нервов, как это наблюдалось в потовых железах кожи [64]. Было обнаружено, что рецидив рака молочной железы положительно коррелировал с плотностью адренергических нервов в опухоли и обратно коррелировал с плотностью холинергических нервов в исходном образце опухоли [27].

Суммируя эти результаты, исследователи предполагают, что, хотя адренергические и сенсорные импульсы оказывают противоопухолевый эффект, холинергические импульсы проявляют ткане-зависимые эффекты [14]. Молекулярные механизмы, лежащие в основе эффектов парасимпатических импульсов, не совсем понятны. Этот пробел отчасти связан с отсутствием возможности специфического нацеливания на парасимпатические нервы (Таблица 1). Однако селективная делеция мускариновых рецепторов, как это было показано на мышиной модели рака желудка [60], поможет выявить вклад опухолевых эпителиальных клеток по сравнению со стромальными в передачу холинергических импульсов в ТМЕ. Дальнейшее понимание событий передачи нервных импульсов ниже β-АР [44], вероятно, поможет объяснить тканеспецифические эффекты автономной передачи импульсов при различных видах опухолей [65].

Иннервация гематологических злокачественных новообразований и опухолей ЦНС

В дополнение к регуляции солидных опухолей вне ЦНС, которые в основном образуются из эпителиальных клеток, нервы играют роль в патогенезе других типов злокачественных новообразований. Гематопоэтические стволовые (ГСК) и прогениторные клетки, из которых возникают онкологические заболевания крови, регулируются микроокружением, известным как ниши, которые иннервируются адренергическими нервами [66–68]. Во время нормального старения происходит снижение плотности адренергических нервных волокон в костном мозге, которое изменяет нишу и приводит к снижению функции ГСК [67]. В мышиных моделях острого миелоидного лейкоза (ОМЛ) потеря адренергических нервов способствует озлокачествлению [69]. В то время как адренергические сигналы в TME эпителиальных опухолей способствуют росту и прогрессированию опухоли, эти же сигналы в нише костного мозга защищают от аберрантной пролиферации и экспансии ГСК.

 

Подобная связь между нервами и развитием онкологического заболевания наблюдалась в первичных и метастатических опухолях ЦНС. В отличие от периферической, ЦНС обладает чрезвычайно высокой плотностью нейронов, они составляют примерно половину всех клеток головного мозга [73]. Нейроны связаны друг с другом посредством синаптической передачи. Несколько недавних исследований показали, что глиомы (опухоли головного мозга, происходящие из глиальных клеток) также могут образовывать сеть возбуждающих глутаматергических синапсов в головном мозге, стимулируя рост опухоли [73, 74]. Аналогичным образом, недавнее исследование показало, что метастазы рака молочной железы в мозге также образуют возбуждающие глутаматергические синапсы, стимулирующие рост опухоли через экспрессируемые ею метаботропные глутаматные рецепторы, известные как N-метил-d-аспартатные рецепторы (NMDAR) [75]. Экспрессированные опухолью NMDAR также связаны с агрессивностью нескольких новообразований, локализованных вне ЦНС, включая рак поджелудочной железы и яичников [76]. Было показано, что опухоли поджелудочной железы также вырабатывают глутамат, который используется для аутокринной регуляции [76, 77]. Учитывая эти данные, можно предположить, что вегетативная (адренергическая, холинергическая и чувствительная) передача сигналов влияет на эпителиальные опухоли, тогда как глутаматергическая передача сигналов в ЦНС регулирует первичные и метастатические опухоли в головном мозге.


Рисунок 2 (Адаптировано из Ali H. Zahalka, et al, 2020 [14]). Реактивация нервно-опосредованных путей роста и регенерации в опухоли.

Фаза нервной стимуляции (части a – c).

а Во время роста эпителиальные, мезенхимальные и стромальные ткани органов секретируют нейротрофины для стимуляции роста трех типов периферических нервов. Связывание нейротрофина с его родственным рецептором на нервах приводит к образованию импульса, который ретроградно распространяется к соме, влияя на экспрессию генов и рост аксонов.

b Аналогично, при регенерации кончиков пальцев млекопитающих стромальные и мезенхимальные ткани секретируют нейротрофины (в данном случае WNT) для стимуляции симпатических и чувствительных нервов.

с В раковой опухоли аберрантно митотические злокачественные эпителиальные клетки и окружающая реактивная строма высвобождают нейротрофины, чтобы стимулировать нейрогенез, необходимый для их роста.

Нервно-опосредованная регуляция фазы роста(части d–f).

d Во время органогенеза парасимпатические нервы инициируют рост эпителиальных клеток протоков (бежевого цвета), тубулогенез (включая митоз и миграцию) посредством передачи сигналов вазоинтестинальным пептидом (VIP); парасимпатические нервы также регулируют рост и формирование железистого или ацинарного эпителия (фиолетового цвета) посредством передачи сигналов ацетилхолином (АХ) путем активации SRY-box 2 (SOX2) через кальций-зависимый путь. Симпатические нервы способствуют образованию сосудистой сети.

е При регенерации кончика пальца симпатические и чувствительные нервы посылают сигналы инициации митоза и дифференцировки мезенхимальным и вышележащим эпителиальным клеткам.  Аналогично, в опухоли симпатические нервы способствуют образованию сосудов, кровоснабжающих растущую опухоль, а парасимпатические нервы подают сигналы опухолевым клеткам к митозу и миграции, что, в свою очередь, приводит к увеличению роста и образованию микрометастазов.

BDNF, нейротрофический фактор мозга; GFRα2, α2-рецептор семейства глиальных нейротрофических факторов; M1R, мускариновый ацетилхолиновый рецептор 1; M3R, мускариновый ацетилхолиновый рецептор 3; NA, норадреналин; NGF, фактор роста нерва; NK1R, рецептор нейрокинина 1; SP, субстанция P; TRK, тропомиозин-рецепторная киназа; VIPR1, рецептор вазоинтестинального пептида 1.


Реактивация нервно-опосредованных путей

 Чтобы лучше понять механизмы, с помощью которых нервы взаимодействуют с ТМЕ и влияют на опухоль, нужно получить представление о влиянии нервов на развитие и регенерацию (Рис. 2). Во время своего развития железы и эпителиальные органы подвергаются процессу, известному как лобуляция. Было показано, что этот процесс сильно зависит от развития и роста нервов [78–83] (Рис. 2а, d). В качестве модели для исследования эмбрионального морфогенеза поднижнечелюстная слюнная железа изучена лучше всего. Это произошло благодаря возможности культивировать ее ex vivo.. Как и многие железы, поднижнечелюстная слюнная железа максимизирует пространство и площадь поверхности благодаря ветвящимся протокам и ацинусам, чтобы произвести необходимый объем секрета [84]. Для достижения развития эпителиальных клеток в зрелой взаимосвязанной сети протоков и ацинусов эмбриональная мезенхима секретирует нейротрофические факторы роста (нейротрофины), которые “рекрутируют” нервы. К ним относятся фактор роста нервов (NGF), его фермент с высокой аффинностью (тропомиозин-рецепторная киназа A (TRKA)), рецептор с низкой аффинностью (p75NTR), глиальный нейротрофический фактор (GDNF) нейротурин и его рецептор GDNF-α2 (GFRα2). Концевые эпителиальные утолщения и протоки секретируют нейротурин, который вызывает однонаправленный рост аксонов из парасимпатического субмандибулярного ганглия [78]. Эти парасимпатические нервы, в свою очередь, высвобождают ацетилхолин, который передает сигналы через мускариновые рецепторы в SRY-box 2 (SOX2), вызывая разветвление и созревание ацинусов, и высвобождает вазоинтестинальный пептид (VIP), который стимулирует тубулогенез [78–80,86] (Рис. 2d).

Адренергические нервы также играют важную роль в развитии желез. В позднем пренатальном периоде адренергические нервы начинают иннервировать слюнные железы, способствуя созреванию железистых ацинусов и формированию сосудистой сети [50,81] (Рис. 2d). Эта иннервация необходима для органогенеза. Исследования показывают, что симпатэктомия или генетическая делеция основного адренергического нейротрофина NGF ингибирует образование желез [87,88]. NGF играет решающую роль в инициации и дальнейшей иннервации железы. Однако при завершении органогенеза уровни NGF падают, и аксоногенез, соответственно, снижается [89]. Синтезируемый железой NGF, связываясь с родственным рецептором TRKA на нейрональной пресинаптической мембране, влияет на экспрессию генов и аксоногенез [90, 91] (Рис. 2а). В эмбриональной поджелудочной железе начало адренергической иннервации ассоциировано с фазой быстрого роста и созревания железы, а генетическая делеция NGF или нейрон-специфическая делеция TRKA приводит к неполной адренергической иннервации поджелудочной железы и, как следствие, нарушению её структуры, а симпатэктомия —  к фенокопии [82,88,92]. В дополнение к семейству нейротрофинов NGF и GDNF, нейротрофический фактор мозга (BDNF) и его родственный рецептор TRKB также участвуют в иннервации желез (Рис. 2a). Во время развития мезенхима молочной железы секретирует высокие уровни BDNF, который передает сигналы через рецепторы TRKB на сенсорные нейроны, стимулируя иннервацию протокового “дерева” [83]. Эмбриональная делеция BDNF или TRKB, нейрон-специфическая делеция и генетическая инактивация TRKB были достаточными для ингибирования иннервации молочной железы.

Помимо вклада в органогенез, нервы также необходимы для формирования и роста конечностей. У развивающегося эмбриона один из самых высоких уровней NGF обнаруживается в зачатке конечности, в недифференцированной мезенхиме, примыкающей к апикальному эктодермальному гребню (тонкий эпителиальный слой, необходимый для правильного формирования конечности) [89]. До дифференцировки и формирования конечности в мезенхиме её зачатка появляются чувствительные нервы [93], и наблюдается конденсация мезенхимы (начальный этап дифференцировки структуры конечности) в тесной связи с разветвлением и ростом нервов [93].

Подобная роль нервов наблюдается при регенерации конечностей (Рис. 2б, е). У саламандр регенерация структур конечностей дистальнее ампутации зависит от наличия нервов, так как денервация слоев проксимальнее места ампутации препятствует восстановлению [95]. Эти нервы передают сигналы вышележащим эпителиальным и мезенхимальным клеткам (бластеме), которые обуславливают клеточную миграцию и контролируют пролиферацию клеток [96] (Рис. 2 b, e). Нервы важны не только для формирования кровеносных сосудов во время органогенеза [97,98], но и для их восстановления в процессе регенерации [99]. Этот феномен формирования сосудов и эпителия был продемонстрирован на Xenopus laevis (гладкая шпорцевая лягушка). После ампутации передней конечности и последующего хирургического перенаправления иннервации с задней конечности, в результате наблюдалась гипериннервация и ускоренная регенерация в зоне ампутации [100]. В данном случае влияние нервов на регенерацию реализуется через комбинацию эффектов от действия нейротрансмиттеров и факторов роста, таких как специфичный для саламандры секретируемый белок (nAG), который не имеет функционально сходного ортолога у млекопитающих [101].

У млекопитающих (включая людей) происходит нервно-зависимая регенерация кончика пальца [102], это связано с сигнальным путем WNT (Рис. 2б). Делеция WNT в эпителиальных клетках кончика пальца снижала экспрессию нейротрофинов и ингибировала рост аксонов и регенерацию у мышей [103]. Зависимость регенерации аксонов от WNT является общим путем для органогенеза во время эмбрионального развития [103–105]. Существуют также другие состояния, при которых нервы поддерживают регенерацию. Они включают регенерацию костного мозга после цитостатической терапии, чему способствуют β-адренергические сигналы [106], и реэпителизацию раны, которая требует пролиферации эпителиальных клеток и формирования сосудов, что может быть нарушено денервацией [107–109].

Во время инициации и на ранних стадиях прогрессирования опухоль реактивирует нервно-зависимые пути, сходные с теми, что задействованы для обеспечения роста (Рис. 2c, f). Как уже обсуждалось в предыдущем разделе, плотность нервов увеличивается более чем в два раза во время предраковой стадии развития опухоли. Это подобно тому, что наблюдается при формировании желез во время органогенеза и формирования бластемы в процессе регенерации. При этом увеличение числа нервов сопровождается увеличением образования нейротрофинов [110] (Рис. 2c, f). В трансгенных мышиных моделях рака поджелудочной железы удвоение экспрессии нейротрофических факторов, включая NGF, GDNF, BDNF и нейротурин, а также экспрессии их родственных рецепторов (TRKA, GFRα1, TRKB и GFRα2 соответственно) происходит во время преднеопластической — PanIN стадии [111]. В этом исследовании уровни нейротрофинов продолжали расти по мере того, как заболевание прогрессировало до агрессивной аденокарциномы, превышая в 6 раз уровни в сопоставимых по возрасту контрольных группах. Кроме того, было обнаружено, что у мышей с протоковой аденокарциномой поджелудочной железы имеется десятикратное повышение плотности нервов по сравнению с сопоставимой по возрасту контрольной группой (одна треть этих нервов является адренергической) [4]. Также в исследовании было обнаружено повышение уровня Ngf в эпителиальном компартменте опухоли поджелудочной железы. Когда авторы селективно повысили экспрессию NGF в эпителии поджелудочной железы с использованием трансгенной Ngf-knock-in модели, наблюдалось увеличение плотности адренергических нервов. И наоборот, снижение экспрессии NGF генетическим путем с использованием небольшой интерферирующей РНК (siRNA) или путем блокады антителами NGF ингибирует прогрессирование рака поджелудочной железы и метастазирование [112,113]. В отличие от экспрессии NGF в эпителии протоковой аденокарциномы мыши, уровни нейротрофинов в образцах полученных из опухоли человека были повышены в стромальном компартменте, а уровни их родственных рецепторов были повышены в эпителиальном компартменте [4,114]. Поэтому необходимы дальнейшие исследования, чтобы выяснить место образования нейротрофина, способствуещего равитию рака.

Повышенная экспрессия нейротрофина ассоциирована с плохим клиническим исходом при различных типах рака. В образцах рака простаты человека повышенная экспрессия pro-NGF — предшественника белка NGF — связана с более агрессивным заболеванием, и наибольшее количество NGF и BDNF было обнаружено в стромальном компартменте этих опухолей [115,116]. Аналогично, повышенная экспрессия NGF была обнаружена в тканях рака молочной железы человека, а повышенные уровни BDNF были обнаружены в опухолях яичников человека и были связаны с более высокой плотностью нервов и повышенной смертностью [117,118]. Сверхэкспрессия NGF в эпителиальных клетках желудка увеличивала иннервацию его слизистой оболочки и индуцировала развитие аденокарциномы желудка у мышей дикого типа [60]. Было также показано, что сигнальный путь WNT является ключевым нейротрофическим фактором стимуляции нервов [3,103]. В клинических образцах рака желудка повышенные уровни WNT коррелировали как с большей плотностью нервов в опухоли, так и стадией опухоли [3]. А денервация желудка на мышиной модели рака желудка снижала уровни WNT и рост опухоли.

В органогенезе и регенерации нервы выполняют несколько функций, в том числе стимулируют пролиферацию эпителия, миграцию и формирование стромы. Парасимпатические нервы регулируют экспансию ацинарных клеток через передачу сигналов M1R к SOX2 [80]. Некоторые виды рака могут взаимодействовать с нервами для активации сходных путей (Рис. 2d, f). Рак предстательной железы происходит из ацинарных эпителиальных клеток. Недавние исследования показали, что усиление парасимпатических сигналов способствует метастазированию рака предстательной железы. Кроме того, опухоли предстательной железы мыши и человека демонстрируют повышенную экспрессию SOX2 в раковых клетках [119]. Другие доказательства того, что парасимпатические нервы регулируют раковые стволовые клетки (РСК) в опухолях железистого происхождения, получены в трансгенных мышиных моделях рака. Например, холинергические нервы иннервируют стволовые клетки желудка, экспрессирующие фактор транскрипции MIST1 (также известный как bHLHa15), а условная делеция Chrm3 (кодирующая M1R) в этих клетках ингибирует рост опухоли желудка in vivo [60]. Поскольку парасимпатические нервы оказывают антагонистическое действие в мышиных моделях рака поджелудочной железы (то есть они подавляют рост опухоли), введение агониста мускариновых рецепторов бетанхола снижает количество РСК поджелудочной железы [44]. Необходимы дальнейшие исследования, изучающие иннервацию РСК в различных опухолях, чтобы определить, участвует ли адренергическая иннервация непосредственно в экспансии РСК, а также для определения характеристики рецепторов вегетативных нервов, экспрессируемых РСК.

Формирование иннервации зависит от сочетания нейрональной миграции и аксоногенеза. Недавние исследования обнаружили увеличение количества клеток, экспрессирующих даблкортин (маркер, связанный с нейрональными предшественниками, а также с конусом роста аксонов [120,121]) в трансгенных опухолях предстательной железы мыши [122]. Это открытие предполагает, что нейронные предшественники могут перемещаться по кровотоку от мозга к предстательной железе. Происходит ли подобный процесс при других типах опухолей или в раковых опухолях человека, требуется изучить в дальнейшем. Однако это наблюдение вызывает множество вопросов, например, как нейронные предшественники преодолевают гематоэнцефалический барьер, каковы сигнальные пути от мозга к опухоли простаты и дифференцируются ли эти предшественники в полноценные функциональные вегетативные нервы. Поскольку клетки рака предстательной железы также могут экспрессировать даблкортин [123], потребуются углубленные исследования для определения происхождения новообразованных аксонов в опухолях.

 Нервная регуляция TME

 Последние достижения в области генной инженерии привели к большему пониманию молекулярных основ нервной регуляции опухоли. Эксперименты in vitro показали, что нейротрансмиттеры передают сигналы непосредственно опухолевым клеткам, способствуя пролиферации, выживанию и миграции клеток, как было рассмотрено ранее [124]. Следует отметить, что прямая иннервация эпителиального компартмента (то есть клеток, из которых происходят солидные опухоли) действительно может играть роль в возникновении и прогрессировании опухолей, как это было показано для рака желудка [60]. В некоторых органах, таких как простата, эпителиальные клетки гистологически отделены от нервов барьером из гладких мышц, тогда как в других, например, в слюнных железах, эпителиальные клетки подвергаются прямой иннервации. Таким образом, специфические для эпителиальных клеток нокауты генов, кодирующих вегетативные и сенсорные рецепторы (Adrb2, Adrb3, Chrm1 и Chrm3) и ген, кодирующий рецептор субстанции P (Nk1r, также известный как Tacr1) в моделях автохтонного рака у мышей, позволяют получить представление о вкладе эпителиального компартмента в нервно-опосредованную регуляцию опухоли. Гистологические исследования показывают, что нервы проходят через стромальный компартмент и непосредственно иннервируют структуры стромы [40,125,126]. Работы на животных in vivo свидетельствуют о взаимодействии в TME между нервами, стромой и эпителиальным компартментом. Например, недавнее исследование показало, что адренергические нервы косвенно регулируют пролиферацию опухолевых клеток, стимулируя ангиогенез и, таким образом, доступность питательных веществ для опухоли [2]. Далее обсудим влияние нервов на отдельные компоненты TME (Рис. 3).

Рис. 3 (Адаптировано из Ali H. Zahalka, et al, 2020 [14]) | Нервная регуляция опухолевого микроокружения

Нервы взаимодействуют со множеством стромальных и злокачественных эпителиальных компонентов, способствуя росту и распространению опухоли. Опухоль создает вокруг себя иммуносупрессивное микроокружение. Передача сигналов от адренергических нервов стимулирует секрецию интерлейкина-8 (IL-8), которые в свою очередь привлекают опухоль-ассоциированные макрофаги (ТАМ), способствующие ангиогенезу и дальнейшей иммуносупрессии. Адренергические нервы также передают импульсы Т-клеткам через β2-АР, подавляя метаболическую активацию путем ингибирования экспрессии транспортера глюкозы (GLUT1) и, таким образом, поддерживая их в анергическом состоянии. Ангиогенез, ключевой компонент развития опухоли, напрямую регулируется нервами. Передача импульсов через β2-АР, экспрессируемый эндотелиальными клетками, способствует миграции эндотелиальных клеток и образованию сосудов. Кроме того, опухоль-ассоциированные фибробласты (CAF) изменяют внеклеточный матрикс (ВКМ) посредством продукции коллагена I типа в ответ на норадреналин (NA). Как упоминалось ранее, парасимпатическая передача импульсов через холинергические рецепторы, экспрессируемые опухолевыми клетками, способствует миграции опухолевых клеток и образованию микрометастазов.  


Ангиогенез и лимфангиогенез

Ангиогенез необходим для роста опухоли [127]. В стромальном компоненте тканей адренергические нервы тесно связаны с сосудистой сетью (главным образом, с артериолами и капиллярами) [128,129]. Недавно было обнаружено, что адренергические нервы регулируют инициацию и ангиогенез на ранних стадиях рака простаты с помощью механизма, называемого «ангиометаболический переключатель» (angiometabolic switch) [2] (Рис. 3). Эндотелиальные клетки обычно регулируются гликолитической метаболической программой при направленной миграции клеток, необходимой для ангиогенеза при нормальном развитии и при раке [130,131]. В TME мышиной модели рака предстательной железы было обнаружено, что эндотелиальные клетки демонстрируют более высокую экспрессию Adrb2, а симпатэктомия или условная делеция Adrb2 в эндотелиальных клетках ингибирует ангиогенез путем смещения метаболизма эндотелиальных клеток от гликолиза к окислительному фосфорилированию за счет активации регуляции цитохром С оксидазы фактора сборки 6 (Coa6) [2]. Подобно сосудистой сети, лимфатическая система высоко иннервирована адренергическими нервами [132,133]. В ортотопических и трансгенных моделях рака молочной железы лимфангиогенез и ремоделирование лимфатической системы зависели от адренергической передачи сигналов через рецептор Adrb2 на лимфатическом эндотелии, что способствовало метастазированию опухоли [57]. Было показано, что симпатическая денервация уменьшает образование лимфатических сосудов, что коррелирует с уменьшением агрессивности рака [17].

 Иммунитет и воспаление

 Внутри TME вегетативные нервные волокна иннервируют иммунную сеть. Было обнаружено, что в селезенке адренергические нервы стимулируют выработку ацетилхолина β2АР-экспрессирующими Т-клетками [134]. Вырабатываемый T-клетками ацетилхолин, в свою очередь, ингибирует продукцию фактора некроза опухоли (TNF) в макрофагах, экспрессирующих никотиновый ацетилхолиновый рецептор [135]. Хотя эта нейроиммунная сеть, называемая «воспалительным рефлексом», отвечает за иммуносупрессию в условиях стресса, вегетативная иннервация также напрямую влияет на привлечение и стимуляцию иммунных клеток в TME.

Инфильтрация опухоли лимфоцитами и их активация являются ключевыми компонентами противоопухолевого иммунного ответа [136]. Повышенный уровень стресса связан с повышенной активацией лимфоцитов посредством производства провоспалительных цитокинов, таких как интерлейкин-6 (IL-6) [137]. Опухоли яичников, резецированные у пациенток, находящихся в состоянии стресса, по сравнению с опухолями яичников, резецированных у пациенток, не испытывающих стресс, но сопоставимых по возрасту и стадии заболевания, имеют повышенный внутриопухолевый уровень норадреналина и IL-6 [138]. Исследования in vitro показали, что норадреналин активирует экспрессию провоспалительных цитокинов IL-6 и IL-8 через β2-АР в опухолевых клетках яичника [138, 139]. Тем не менее, в тканях с высокой степенью иннервации, таких как поджелудочная железа и предстательная железа, были обнаружены низкие уровни T-хелперов 1 (TH1) [136, 140–142]. Адренергические нервы вносят свой вклад в это иммуносупрессивное окружение несколькими способами (Рис. 3). Лимфатическая система, которая отвечает за транспортировку лимфоцитов, высоко иннервирована адренергическими нервами. А передача сигналов через β2-АР в лимфатические узлы уменьшает инфильтрацию лимфоцитов в тканях путем ингибирования образования Т-клеток [143]. Кроме того, норадреналин-индуцированная передача сигналов через β2-АР на CD8+ Т-клетках ингибирует их активацию путем изменения метаболизма глюкозы в лимфоцитах, снижая гликолитическую функцию [144]. При раке молочной железы адренергические нервы тесно связаны с экспрессирующими белки PD1 и FOXP3 опухоль-инфильтрирующими лимфоцитами (TIL) [27].

Поскольку TIL также экспрессируют β2-АР, симпатическая денервация или фармакологическое ингибирование β-АР способны снижать экспрессию PD1 и FOXP3 в TIL, а также экспрессию лиганда PD1 — PDL1 в самой опухолевой ткани. Супрессорные клетки миелоидного происхождения (MDSC) также экспрессируют β2-АР. На ортотопической мышиной модели рака молочной железы нокаут Adrb2 в MDSC замедляет рост опухоли, снижает экспрессию PDL1 и уровни иммуносупрессивных цитокинов в сыворотке крови [146]. Эти наблюдения, а также тот факт, что опухоли с хорошим ответом на иммунотерапию, по-видимому, обильно инфильтрированы TH1 клетками [136], предполагают, что денервация или прекращение адренергических сигналов может обеспечить новые подходы для улучшения иммунотерапевтического ответа в высокоиннервированных опухолях [147].

TNF является основным хемоаттрактантов для клеток врожденного иммунитета, таких как макрофаги. Стимуляция блуждающего нерва активирует постсинаптические адренергические нервы в чревном ганглии, который иннервирует селезенку, ингибируя высвобождение TNF из макрофагов. А ваготомия устраняет эту иммуносупрессию, повышая тем самым системные уровни TNF [134,148]. Хотя в селезенке отсутствует холинергическая иннервация, адренергические нервы способны подавать сигналы Т-клеткам селезенки, экспрессирующим β2-АР, секретировать ацетилхолин в ответ на стимуляцию норадреналином [134]. Ацетилхолин, в свою очередь, стимулирует никотиновые АХ-рецепторы на макрофагах селезенки, ингибируя высвобождение TNF [148]. В трансгенных моделях рака поджелудочной железы ваготомия существенно увеличивала уровни TNF, приводя к увеличению количества TAM [43,44]. В ортотопической модели рака молочной железы увеличение адренергической передачи сигналов в условиях стресса увеличивало количество внутриопухолевых TAM [58]. Число ТАМ, экспрессирующих β2-АР, аналогичным образом увеличивалось в опухоли после введения агониста β2-АР изопреналина, а введение антагониста пропранолола ингибировало прирост ТАМ и метастазирование. Аналогичным образом, при раке предстательной и поджелудочной желез нервно-зависимое увеличение количества ТАМ было ассоциировано с прогрессированием опухоли. Тогда как снижение числа макрофагов ингибировало рост опухоли [19,43,44,46,149]. Следовательно, СНС и ПСНС, по всей вероятности, антагонистически регулируют образование TAM. В то время как парасимпатические импульсы подавляют высвобождение TNF и прирост TAM, стресс и симпатика увеличивают число TAM и высвобождение TNF, способствуя росту опухоли. Суммируя эти данные, можно предположить, что нейроиммунная связь является важным регуляторным компонентом TME, где отдельные ветви вегетативной нервной системы действуют противоположно друг другу, обеспечивая тем самым баланс, который нарушается при возникновении рака.

Фибробласты и внеклеточный матрикс

 Изменения в 3D-структуре и составе TME значительно влияют на прогрессирование опухоли и метастазирование (Рис. 3). Например, во многих опухолях плотный внеклеточный матрикс (ВКМ) действует как физический и химический барьер для инфильтрации иммунных клеток, создавая привилегированную в иммунном отношении среду [150]. В то же время, изменения в составе ВКМ по отношению к среде, богатой коллагеном I типа, приводят к тому, что она действует как ангиогенный суперполимер, способствуя ангио- и нейрогенезу [151–154]. Кроме того, в то время как повышенная плотность ВКМ помогает предотвратить иммунный ответ на ранних стадиях развития опухоли, деградация ВКМ матриксными металлопротеазами (MMP) способстет миграции и распространению опухолевых клеток (метастазов) на поздних стадиях развития заболевания [155]. CAF являются основным компонентом TME и в значительной степени ответственны за формирование и ремоделирование ВКМ [150]. При воспалительных процессах, таких как цирроз печени, наблюдается повышенная адренергическая передача сигналов [156]. В ответ на повышенный уровень норадреналина в печени повышается пролиферация фибробластов и выработка коллагена I типа [152]. На более поздних стадиях онкологического заболевания ремоделирование коллагена необходимо для распространения рака. На ортотопических мышиных моделях протоковой аденокарциномы поджелудочной железы повышенная адренергическая передача сигналов, вызванная стрессом, более чем в 100 раз увеличивала экспрессию MMP в стромальном компартменте, увеличивая метастазирование. А блокада β-адренергических рецепторов пропранололом ингибирует оба феномена [158]. В ортотопической мышиной модели рака молочной железы адренергическая иннервация стромы усиливает ремоделирование коллагена, тем самым стимулируя метастазирование, снижение уровня норадреналина ингибирует этот процесс [159]. Кроме того, сами нервы могут являться своего рода “каналом” для миграции клеток, этот процесс называется «периневральная инвазия».

Таргетная терапия, направленная на иннервацию опухоли

 Поскольку передача нервных импульсов тесно связана с возникновением и развитием опухолей, таргетная терапия, нацеленная на иннервацию, стала областью большого клинического интереса [160]. Хирургическая денервация с целью противоопухолевой терапии, включая пересечение крупных нервных стволов, содержащих смешанные двигательные и вегетативные нервные волокна, была описана еще в начала 19 века, однако была неточной, и эта методикаприводила к серьезным побочным эффектам [13]. По мере развития хирургической техники и лучшего понимания вегетативной нейроанатомии были разработаны более точные методы денервации. Например, интраоперационная химическая денервация ложа поджелудочной железы, называемая «спланхникэктомия» для некупируемой боли при неоперабельном раке поджелудочной железы, показала хорошие результаты выживаемости в рандомизированных плацебо-контролируемых клинических исследованиях [161]. Однако химическая денервация была непостоянной, и со временем боль прогрессировала. В тоже время временная денервация ботулиническим токсином ортотопического рака предстательной железы у мышей оказалась эффективной [33], но испытания на людях не имели такого же успеха [162]. Методология временной денервации как терапии все еще требует дальнейшего изучения. Однако эффект хирургической денервации в клинических условиях изучался лишь при некоторых патологиях. При лечении рака желудка у пациентов, перенесших ваготомию в дополнение к гастрэктомии, наблюдалось снижение частоты рецидива опухоли по сравнению с теми, кто перенес только гастрэктомию [3]. Это говорит о том, что денервация может быть дополнительным фактором эффективности хирургического лечения рака. Фармакологическое ингибирование нервной передачи стало перспективной терапевтической мишенью в противоопухолевой терапии. Как обсуждалось ранее, доклинические данные говорят о том, что адренергические нервы передают сигналы к TME в основном через β-АР. Антагонисты или блокаторы β-АР являются одними из наиболее изученных агентов, нацеленных на передачу импульсов адренергическими нейронами. Использование этого класса препаратов, первоначально разработанных для лечения сердечно-сосудистых заболеваний, было описано в ретроспективных исследованиях. Работы были посвящены снижению риска смертности, связанной с множеством видов солидных опухолей, включая рак поджелудочной, молочной и предстательной желез, опухолей яичников, а также меланомы [19,163-166].

Кроме того, в доклинических исследованиях было обнаружено, что β-адреноблокаторы повышают эффективность химиотерапии, а в эпидемиологических исследованиях было показано, что их случайное применение до стандартной терапии у пациентов с недавно диагностированным онкологическим заболеванием также связано с улучшением результатов [4, 166–168]. Некоторые данные свидетельствуют о том, что β-блокаторы могут иметь терапевтическую пользу даже при назначении в периоперационном периоде. Уровень катехоламинов в периоперационном периоде повышается, что, как полагают, частично связано с хирургическими манипуляциями с опухолью или тканями организма, а также с операционным стрессом [169–171]. В группе пациентов, получавших β-блокаторы, было обнаружено, что у тех, кто перенес операцию по поводу резекции опухоли, частота рецидивов рака была ниже, а безрецидивная выживаемость выше, чем у пациентов, которые не получали β-блокаторы [174, 175], в тоже время, в других исследованиях эта связь не была статистически значимой [176, 177].

Ингибирование сигнальных путей нейротрофинов является еще одной новой областью клинического интереса. Текущие клинические испытания в основном направлены на NGF и его родственный рецептор TRKA. В то время как нацеливание на передачу сигналов TRKA при раке в доклинических исследованиях на грызунах показало многообещающие результаты, клинические испытания имели смешанные результаты. Теоретически, нацеливание на TRKA у взрослых должно ингибировать инфильтрацию нервов, при этом оказывая минимальное влияние на установленные нервы, поскольку сенсорные и симпатические нейроны теряют трофическую зависимость NGF во взрослом возрасте [179]. Хотя низкомолекулярные ингибиторы рецептора TRKA увеличивают выживаемость при злокачественных новообразованиях, где опухоль экспрессирует аберрантные рецепторы TRKA, они, как было показано, не влияют на выживаемость или прогрессирование заболевания в солидных опухолях с низкой частотой хромосомных перестроек TRK [180–183]. Кроме того, поскольку эти ингибиторы обладают сродством к тирозинкиназам других рецепторов, они имеют множество побочных эффектов, не связанных с основным местом приложения [184]. Таргетирование самого NGF антителами к NGF хорошо переносится пациентами, с минимальными нейрональными или когнитивными побочными эффектами. Было обнаружено, что моноклональное антитело, специфичное к NGF, — танезумаб — эффективно уменьшает боль, вызванную метастазированием в кости [185,186], но его влияние на прогрессирование опухоли еще предстоит оценить.

Выводы

 В этой статье представлены данные, свидетельствующие о том, что реактивация путей развития и регенерации для стимуляции нейрогенеза является важным компонентом при инициации и прогрессирования опухолей. Вклад различных вегетативных и чувствительных нервных волокон отличается в зависимости от типа опухоли и зависит как от типа ткани, из которой образуется злокачественная опухоль, так и от характера иннервации ткани. Несмотря на последние достижения в области генной инженерии, а также технологий визуализации, которые привели к успехам в изучении роли нервной системы в TME, многие вопросы остаются без ответа. Например, было установлено, что на ранних стадиях рака наблюдается увеличение числа нервов, сопровождающееся повышением уровня нейротрофинов, но еще предстоит выяснить, какие клетки в ТМЕ являются источником нейротрофинов, и какова природа стимулов, которые инициируют выработку нейротрофина. И остается открытым вопрос, как мы можем селективно нацеливаться на возможные терапевтические точки, не затрагивая существующие нервные связи в других частях тела? Хотя ингибирование нервных сигнальных путей оказывает существенное влияние на предотвращение прогрессирования рака на доклинических моделях, трансляция этих методов и технологий все еще находится на самых ранних стадиях и потребует междисциплинарного сотрудничества для успешного внедрения их в клинику.

 

Список литературы

  1. Hanahan, D. & Weinberg, R. A. Hallmarks of cancer: the next generation. Cell 144, 646–674 (2011).
  2. Zahalka, A. H. et al. Adrenergic nerves activate an angio-metabolic switch in prostate cancer. Science 358, 321–326 (2017). This article shows that adrenergic nerves regulate the vasculature in the TME to promote tumour growth and cancer progression.
  3. Zhao, C. M. et al. Denervation suppresses gastric tumorigenesis. Sci. Transl Med. 6, 250ra115 (2014). This article shows that surgical transection of the vagus nerve inhibits development of gastric cancer.
  4. Renz, B. W. et al. β2 adrenergic-neurotrophin feedforward loop promotes pancreatic cancer. Cancer Cell https://doi.org/10.1016/j.ccell.2017.11.007 (2017).
  5. Magnon, C. et al. Autonomic nerve development contributes to prostate cancer progression. Science 341, 1236361 (2013). This paper showed a role for adrenergic and cholinergic nerves in prostate tumour growth and metastasis.
  6. Langley, J. in The autonomic nervous system, Part 1 (ed. Heffer, W.) (Simpkin, Marshall, Hamilton, Kent & Co. Ltd., 1921).
  7. Erin, N., Zhao, W., Bylander, J., Chase, G. & Clawson, G. Capsaicin-induced inactivation of sensory neurons promotes a more aggressive gene expression phenotype in breast cancer cells. Breast Cancer Res. Treat. 99, 351–364 (2006).
  8. Kappos, E. A. et al. Denervation leads to volume regression in breast cancer. J. Plast. Reconstr. Aesthet. Surg. 71, 833–839 (2018).
  9. Peterson, S. C. et al. Basal cell carcinoma preferentially arises from stem cells within hair follicle and mechanosensory niches. Cell Stem Cell 16, 400–412 (2015).
  10. Sinha, S. et al. PanIN neuroendocrine cells promote tumorigenesis via neuronal cross-talk. Cancer Res. 77, 1868–1879 (2017).
  11.  Saloman, J. L. et al. Ablation of sensory neurons in a genetic model of pancreatic ductal adenocarcinoma slows initiation and progression of cancer. Proc. Natl Acad. Sci. USA 113, 3078–3083 (2016)
  12. Vesalius, A. De Humani Corporis Fabrica (The Fabric of the Human Body) (Johannes Oporinus, 1543)
  13. Jobert, M. New treatment of cancer. Lancet 34, 112 (1840)
  14.  Zahalka, A.H., Frenette, P.S. Nerves in cancer. Nat Rev Cancer 20, 143–157 (2020). https://doi.org/10.1038/s41568-019-0237-2
  15. Ayala, G. E. et al. Cancer-related axonogenesis and neurogenesis in prostate cancer. Clin. Cancer Res. 14, 7593–7603 (2008).
  16. Albo, D. et al. Neurogenesis in colorectal cancer is a marker of aggressive tumor behavior and poor outcomes. Cancer 117, 4834–4845 (2011).
  17. Raju, B., Haug, S. R., Ibrahim, S. O. & Heyeraas, K. J. Sympathectomy decreases size and invasiveness of tongue cancer in rats. Neuroscience 149, 715–725 (2007).
  18. Huang, D. et al. Nerve fibers in breast cancer tissues indicate aggressive tumor progression. Medicine 93, e172 (2014).
  19. Partecke, L. I. et al. Chronic stress increases experimental pancreatic cancer growth, reduces survival and can be antagonised by beta-adrenergic receptor blockade. Pancreatology 16, 423–433 (2016)
  20. Shao, J. X. et al. Autonomic nervous infiltration positively correlates with pathological risk grading and poor prognosis in patients with lung adenocarcinoma. Thorac. Cancer 7, 588–598 (2016).
  21. Zoucas, E., Nilsson, C., Alm, P. & Ihse, I. Selective microsurgical sympathetic denervation of the rat pancreas. Eur. Surg. Res. 28, 367–373 (1996).
  22.  Hayashi, A. et al. Retrograde labeling in peripheral nerve research: it is not all black and white. J. Reconstr. Microsurg. 23, 381–389 (2007).
  23. Huang, Z. J. & Zeng, H. Genetic approaches to neural circuits in the mouse. Annu. Rev. Neurosci. 36, 183–215 (2013)
  24. Tabatai, M., Booth, A. M. & de Groat, W. C. Morphological and electrophysiological properties of pelvic ganglion cells in the rat. Brain Res. 382, 61–70 (1986).
  25. McVary, K. T. et al. Growth of the rat prostate gland is facilitated by the autonomic nervous system. Biol. Reprod. 51, 99–107 (1994).
  26. Diaz, R. et al. Histological modifications of the rat prostate following transection of somatic and autonomic nerves.An. Acad. Bras. Cienc. 82, 397–404 (2010).
  27. Kamiya, A. et al. Genetic manipulation of autonomic nerve fiber innervation and activity and its effect on breast cancer progression. Nat. Neurosci. 22, 1289–1305 (2019).
  28. Thoenen, H. & Tranzer, J. P. Chemical sympathectomy by selective destruction of adrenergic nerve endings with 6-hydroxydopamine. Naunyn-Schmiedebergs Arch. für Pharmakologie und Experimentelle Pathologie 261, 271–288 (1968).
  29. Krukoff, T. L., Fernandez, M. C. & Vincent, D. H. Effects of neonatal sympathectomy with 6-hydroxydopamine or guanethidine on survival of neurons in the intermediolateral cell column of rat spinal cord. J. Auton. Nerv. Syst. 31, 119–126 (1990).
  30. de Champlain, J. Degeneration and regrowth of adrenergic nerve fibers in the rat peripheral tissues after 6-hydroxydopamine. Can. J. Physiol. Pharmacol. 49, 345–355 (1971).
  31. Szpunar, M. J., Belcher, E. K., Dawes, R. P. & Madden, K. S. Sympathetic innervation, norepinephrine content, and norepinephrine turnover in orthotopic and spontaneous models of breast cancer. Brain Behav. Immun. 53, 223–233 (2016).
  32. Horvathova, L. et al. Sympathectomy reduces tumor weight and affects expression of tumor-related genes in melanoma tissue in the mouse. Stress 19, 528–534 (2016).
  33. Coarfa, C. et al. Influence of the neural microenvironment on prostate cancer. Prostate 78, 128–139 (2018).
  34. Johnson, E. M., Jr., Cantor, E. & Douglas, J. R., Jr. Biochemical and functional evaluation of the sympathectomy produced by the administration of guanethidine to newborn rats. J. Pharmacol. Exp. Ther. 193, 503–512 (1975).
  35. Madden, M. E. & Sarras, M. P., Jr. The pancreatic ductal system of the rat: cell diversity, ultrastructure, and innervation. Pancreas 4, 472–485 (1989).
  36. Lindsay, T. H. et al. A quantitative analysis of the sensory and sympathetic innervation of the mouse pancreas.Neuroscience 137, 1417–1426 (2006).
  37. Fasanella, K. E., Christianson, J. A., Chanthaphavong, R. S. & Davis, B. M. Distribution and neurochemical identification of pancreatic afferents in the mouse. J. Comp. Neurol. 509, 42–52 (2008).
  38. Lau, M. K., Davila, J. A. & Shaib, Y. H. Incidence and survival of pancreatic head and body and tail cancers: a population-based study in the United States. Pancreas 39, 458–462 (2010).
  39. Bai, H. et al. Inhibition of chronic pancreatitis and pancreatic intraepithelial neoplasia (PanIN) by capsaicin in LSL-KrasG12D/Pdx1-Cre mice. Carcinogenesis 32, 1689–1696 (2011).
  40. Makki, J. Diversity of breast carcinoma: histological subtypes and clinical relevance. Clin. Med. Insights Pathol. 8, 23–31 (2015).
  41. Berthoud, H. R. & Neuhuber, W. L. Functional and chemical anatomy of the afferent vagal system. Auton. Neurosci. 85, 1–17 (2000).
  42. Alm, P., Liedberg, G. & Owman, C. Gastric and pancreatic sympathetic denervation in the rat. Scand. J. Gastroenterol. 6, 307–312 (1971).
  43. Partecke, L. I. et al. Subdiaphragmatic vagotomy promotes tumor growth and reduces survival via TNFalpha in a murine pancreatic cancer model. Oncotarget 8, 22501–22512 (2017).
  44. Renz, B. W. et al. Cholinergic signaling via muscarinic receptors directly and indirectly suppresses pancreatic tumorigenesis and cancer stemness. Cancer Discov. 8, 1458–1473 (2018).
  45. Zhu, Y. et al. Tissue-resident macrophages in pancreatic ductal adenocarcinoma originate from embryonic hematopoiesis and promote tumor progression. Immunity 47, 323–338 e326 (2017).
  46. Partecke, L. I. et al. Induction of M2-macrophages by tumour cells and tumour growth promotion by M2-macrophages: a quid pro quo in pancreatic cancer. Pancreatology 13, 508–516 (2013).
  47. Dicken, B. J. et al. Gastric adenocarcinoma: review and considerations for future directions. Ann. Surg. 241, 27–39 (2005)
  48. Polli-Lopes, A. C., Zucoloto, S., de Queirós Cunha, F., da Silva Figueiredo, L. A. & Garcia, S. B. Myenteric denervation reduces the incidence of gastric tumors in rats. Cancer Lett. 190, 45–50 (2003).
  49. Muir, T. C., Pollock, D. & Turner, C. J. The effects of electrical stimulation of the autonomic nerves and of drugs on the size of salivary glands and their rate of cell division. J. Pharmacol. Exp. Ther. 195, 372–381 (1975)
  50. Srinivasan, R. & Chang, W. W. Effect of neonatal sympathectomy on the postnatal differentiation of the submandibular gland of the rat. Cell Tissue Res. 180, 99–109 (1977).
  51. Lillberg, K. et al. Stressful life events and risk of breast cancer in 10,808 women: a cohort study. Am. J. Epidemiol. 157, 415–423 (2003).
  52. Chida, Y., Hamer, M., Wardle, J. & Steptoe, A. Do stress-related psychosocial factors contribute to cancer incidence and survival? Nat. Clin. Pract. Oncol. 5, 466–475 (2008).
  53. Antoni, M. H. et al. The influence of bio-behavioural factors on tumour biology: pathways and mechanisms. Nat. Rev. Cancer 6, 240–248 (2006).
  54. Thaker, P. H. et al. Chronic stress promotes tumor growth and angiogenesis in a mouse model of ovarian carcinoma.Nat. Med. 12, 939–944 (2006).
  55. Hassan, S. et al. Behavioral stress accelerates prostate cancer development in mice. J. Clin. Invest. 123, 874–886 (2013).
  56. Schuller, H. M., Al-Wadei, H. A., Ullah, M. F. & Plummer, H. K., 3rd. Regulation of pancreatic cancer by neuropsychological stress responses: a novel target for intervention. Carcinogenesis 33, 191–196 (2012).
  57. Le, C. P. et al. Chronic stress in mice remodels lymph vasculature to promote tumour cell dissemination. Nat. Commun. 7, 10634 (2016).
  58. Sloan, E. K. et al. The sympathetic nervous system induces a metastatic switch in primary breast cancer. Cancer Res. 70, 7042–7052 (2010).
  59. Westphalen, C. B. et al. Long-lived intestinal tuft cells serve as colon cancer-initiating cells. J. Clin. Invest. 124, 1283–1295 (2014).
  60. Hayakawa, Y. et al. Nerve growth factor promotes gastric tumorigenesis through aberrant cholinergic signaling. Cancer Cell 31, 21–34 (2017).
  61. Hebb, C. & Linzell, J. L. Innervation of the mammary gland. A histochemical study in the rabbit. Histochem. J. 2, 491–505 (1970).
  62. Köves, K., Györgyi, Z., Szabó, F. & Boldogkői, Z. Characterization of the autonomic innervation of mammary gland in lactating rats studied by retrograde transynaptic virus labeling and immunohistochemistry. Acta Physiol. Hung. 99, 148–158 (2012).
  63. Gerendai, I. et al. Transneuronal labelling of nerve cells in the CNS of female rat from the mammary gland by viral tracing technique. Neuroscience 108, 103–118 (2001).
  64. Stanke, M. et al. Target-dependent specification of the neurotransmitter phenotype: cholinergic differentiation of sympathetic neurons is mediated in vivo by gp130 signaling. Development 133, 383–383 (2005).
  65. Cole, S. W. & Sood, A. K. Molecular pathways: beta-adrenergic signaling in cancer. Clin. Cancer Res. 18, 1201–1206 (2012).
  66. Pinho, S. et al. Lineage-biased hematopoietic stem cells are regulated by distinct niches. Dev. Cell 44, 634–641 e634 (2018).
  67. Maryanovich, M. et al. Adrenergic nerve degeneration in bone marrow drives aging of the hematopoietic stem cell niche. Nat. Med. 24, 782–791 (2018).
  68. Pinho, S. & Frenette, P. S. Haematopoietic stem cell activity and interactions with the niche. Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 20, 303–320 (2019).
  69. Hanoun, M. et al. Acute myelogenous leukemia-induced sympathetic neuropathy promotes malignancy in an altered hematopoietic stem cell niche. Cell Stem Cell 15, 365–375 (2014).
  70. Arranz, L. et al. Neuropathy of haematopoietic stem cell niche is essential for myeloproliferative neoplasms. Nature 512, 78–81 (2014).
  71. von Bartheld, C. S., Bahney, J. & Herculano-Houzel, S. The search for true numbers of neurons and glial cells in the human brain: a review of 150 years of cell counting. J. Comp. Neurol. 524, 3865–3895 (2016).
  72. Azevedo, F. A. et al. Equal numbers of neuronal and nonneuronal cells make the human brain an isometrically scaled-up primate brain. J. Comp. Neurol. 513, 532–541 (2009).
  73. Venkataramani, V. et al. Glutamatergic synaptic input to glioma cells drives brain tumour progression. Nature 573, 532–538 (2019).
  74. Venkatesh, H. S. et al. Electrical and synaptic integration of glioma into neural circuits. Nature 573, 539–545 (2019).
  75. Zeng, Q. et al. Synaptic proximity enables NMDAR signalling to promote brain metastasis. Nature 573, 526–531 (2019).
  76. Li, L. & Hanahan, D. Hijacking the neuronal NMDAR signaling circuit to promote tumor growth and invasion. Cell 153, 86–100 (2013).
  77. Fernandez-Montoya, J., Avendano, C. & Negredo, P. The glutamatergic system in primary somatosensory neurons and its involvement in sensory input-dependent plasticity. Int. J. Mol. Sci. 19, 69 (2017).
  78. Knox, S. M. et al. Parasympathetic stimulation improves epithelial organ regeneration. Nat. Commun. 4, 1494 (2013).
  79. Nedvetsky, P. I. et al. Parasympathetic innervation regulates tubulogenesis in the developing salivary gland. Dev. Cell 30, 449–462 (2014).
  80. Emmerson, E. et al. SOX2 regulates acinar cell development in the salivary gland. Elife https://doi.org/ 10.7554/eLife.26620 (2017).
  81. De Champlain, J., Malmfors, T., Olson, L. & Sachs, C. Ontogenesis of peripheral adrenergic neurons in the rat: pre- and postnatal observations. Acta Physiol. Scand. 80, 276–288 (1970).
  82. Borden, P., Houtz, J., Leach, S. D. & Kuruvilla, R. Sympathetic innervation during development is necessary for pancreatic islet architecture and functional maturation. Cell Rep. 4, 287–301 (2013).
  83. Liu, Y. et al. Sexually dimorphic BDNF signaling directs sensory innervation of the mammary gland. Science 338, 1357–1360 (2012).
  84. Mattingly, A., Finley, J. K. & Knox, S. M. Salivary gland development and disease. Wiley Interdiscip. Rev. Dev. Biol. 4, 573–590 (2015).
  85. Levi-Montalcini, R. & Booker, B. Excessive growth of the sympathetic ganglia evoked by a protein isolated from mouse salivary glands. Proc. Natl Acad. Sci. USA 46, 373–384 (1960).
  86. Knox, S. M. et al. Parasympathetic innervation maintains epithelial progenitor cells during salivary organogenesis. Science 329, 1645–1647 (2010). This study shows that parasympathetic nerves pattern gland growth and development.
  87. Bloom, G. D., Carlsoo, B., Danielsson, A., Hellstrom, S. & Henriksson, R. Trophic effect of the sympathetic nervous system on the early development of the rat parotid gland: a quantitative ultrastructural study. Anat. Rec. 201, 645–654 (1981).
  88. Glebova, N. O. & Ginty, D. D. Heterogeneous requirement of NGF for sympathetic target innervation in vivo. J. Neurosci. 24, 743–751 (2004).
  89. Wheeler, E. F. & Bothwell, M. Spatiotemporal patterns of expression of NGF and the low-affinity NGF receptor in rat embryos suggest functional roles in tissue morphogenesis and myogenesis. J. Neurosci. 12, 930–945 (1992).
  90. Riccio, A., Pierchala, B. A., Ciarallo, C. L. & Ginty, D. D. An NGF-TrkA-mediated retrograde signal to transcription factor CREB in sympathetic neurons. Science 277, 1097–1100 (1997).
  91. Lehigh, K. M., West, K. M. & Ginty, D. D. Retrogradely transported TrkA endosomes signal locally within dendrites to maintain sympathetic neuron synapses. Cell Rep. 19, 86–100 (2017).
  92. Burris, R. E. & Hebrok, M. Pancreatic innervation in mouse development and beta-cell regeneration. Neuroscience 150, 592–602 (2007).
  93. McCredie, J., Cameron, J. & Shoobridge, R. Congenital malformations and the neural crest. Lancet 312, 761–763 (1978)
  94. Taylor, A. C. Development of the innervation pattern in the limb bud of the frog. Anat. Rec. 87, 379–413 (1943).
  95. Kumar, A., Godwin, J. W., Gates, P. B., Garza-Garcia, A. A. & Brockes, J. P. Molecular basis for the nerve dependence of limb regeneration in an adult vertebrate. Science 318, 772–777 (2007).
  96. Boilly, B., Faulkner, S., Jobling, P. & Hondermarck, H. Nerve dependence: from regeneration to cancer. Cancer Cell 31, 342–354 (2017).
  97. Properzi, G., Cordeschi, G. & Francavilla, S. Postnatal development and distribution of peptide-containing nerves in the genital system of the male rat. An immunohistochemical study. Histochemistry 97, 61–68 (1992).
  98. James, J. M. & Mukouyama, Y. S. Neuronal action on the developing blood vessel pattern. Semin. Cell Dev. Biol. 22, 1019–1027 (2011).
  99. Rageh, M. A. et al. Vasculature in pre-blastema and nerve-dependent blastema stages of regenerating forelimbs of the adult newt, Notophthalmus viridescens. J. Exp. Zool. 292, 255–266 (2002).
  100. Mitogawa, K., Makanae, A. & Satoh, A. Hyperinnervation improves Xenopus laevis limb regeneration. Dev. Biol. 433, 276–286 (2018).
  101. Grassme, K. S. et al. Mechanism of action of secreted newt anterior gradient protein. PLoS One 11, e0154176 (2016).
  102. Miller, T. J., Deptula, P. L., Buncke, G. M. & Maan, Z. N. Digit tip injuries: current treatment and future regenerative paradigms. Stem Cell Int. 2019, 9619080 (2019).
  103. Takeo, M. et al. Wnt activation in nail epithelium couples nail growth to digit regeneration. Nature 499, 228–232 (2013).
  104.  Zhang, Y. et al. Activation of beta-catenin signaling programs embryonic epidermis to hair follicle fate.Development 135, 2161–2172 (2008).
  105. Knosp, W. M. et al. Submandibular parasympathetic gangliogenesis requires sprouty-dependent Wnt signals from epithelial progenitors. Dev. Cell 32, 667–677 (2015).
  106. Lucas, D. et al. Chemotherapy-induced bone marrow nerve injury impairs hematopoietic regeneration. Nat. Med. 19, 695–703 (2013).
  107. Rinkevich, Y. et al. Clonal analysis reveals nerve-dependent and independent roles on mammalian hind limb tissue maintenance and regeneration. Proc. Natl Acad. Sci. USA 111, 9846–9851 (2014).
  108. Ekstrand, A. J. et al. Deletion of neuropeptide Y (NPY) 2 receptor in mice results in blockage of NPY-induced angiogenesis and delayed wound healing. Proc. Natl Acad. Sci. USA 100, 6033–6038 (2003).
  109. Martin, P. Wound healing–aiming for perfect skin regeneration. Science 276, 75–81 (1997).
  110. Griffin, N., Faulkner, S., Jobling, P. & Hondermarck, H. Targeting neurotrophin signaling in cancer: The renaissance. Pharmacol. Res. 135, 12–17 (2018).
  111. Stopczynski, R. E. et al. Neuroplastic changes occur early in the development of pancreatic ductal adenocarcinoma. Cancer Res. 74, 1718–1727 (2014).
  112. Lei, Y. et al. Gold nanoclusters-assisted delivery of NGF siRNA for effective treatment of pancreatic cancer. Nat. Commun. 8, 15130 (2017).
  113. Saloman, J. L. et al. Systemic depletion of nerve growth factor inhibits disease progression in a genetically engineered model of pancreatic ductal adenocarcinoma. Pancreas 47, 856–863 (2018).
  114. Miknyoczki, S. J. et al. Neurotrophins and Trk receptors in human pancreatic ductal adenocarcinoma: expression patterns and effects on in vitro invasive behavior. Int. J. Cancer 81, 417–427 (1999).
  115. Pundavela, J. et al. ProNGF correlates with Gleason score and is a potential driver of nerve infiltration in prostate cancer. Am. J. Pathol. 184, 3156–3162 (2014).
  116. Weeraratna, A. T., Arnold, J. T., George, D. J., DeMarzo, A. & Isaacs, J. T. Rational basis for Trk inhibition therapy for prostate cancer. Prostate 45, 140–148 (2000).
  117. Pundavela, J. et al. Nerve fibers infiltrate the tumor microenvironment and are associated with nerve growth factor production and lymph node invasion in breast cancer. Mol. Oncol. 9, 1626–1635 (2015).
  118. Allen, J. K. et al. Sustained adrenergic signaling promotes intratumoral innervation through BDNF induction. Cancer Res. 78, 3233–3242 (2018).
  119. Mu, P. et al. SOX2 promotes lineage plasticity and antiandrogen resistance in TP53- and RB1-deficient prostate cancer. Science 355, 84–88 (2017).
  120. Francis, F. et al. Doublecortin is a developmentally regulated, microtubule-associated protein expressed in migrating and differentiating neurons. Neuron 23, 247–256 (1999).
  121. Schaar, B. T., Kinoshita, K. & McConnell, S. K. Doublecortin microtubule affinity is regulated by a balance of kinase and phosphatase activity at the leading edge of migrating neurons. Neuron 41, 203–213 (2004).
  122. Mauffrey, P. et al. Progenitors from the central nervous system drive neurogenesis in cancer. Nature 569, 672–678 (2019).
  123. Ayanlaja, A. A. et al. Distinct features of doublecortin as a marker of neuronal migration and its implications in cancer cell mobility. Front. Mol. Neurosci. 10, 199 (2017).
  124. Cole, S. W., Nagaraja, A. S., Lutgendorf, S. K., Green, P. A. & Sood, A. K. Sympathetic nervous system regulation of the tumour microenvironment. Nat. Rev. Cancer 15, 563–572 (2015).
  125. Fujiwara, T. & Uehara, Y. The cytoarchitecture of the wall and the innervation pattern of the microvessels in the rat mammary gland: a scanning electron microscopic observation. Am. J. Anat. 170, 39–54 (1984).
  126. Kepper, M. & Keast, J. Immunohistochemical properties and spinal connections of pelvic autonomic neurons that innervate the rat prostate-gland. Cell Tissue Res. 281, 533–542 (1995).
  127. Folkman, J., Watson, K., Ingber, D. & Hanahan, D. Induction of angiogenesis during the transition from hyperplasia to neoplasia. Nature 339, 58–61 (1989).
  128.  Eichmann, A. & Brunet, I. Arterial innervation in development and disease. Sci. Transl Med. 6, 252ps259 (2014).
  129. Carmeliet, P. & Tessier-Lavigne, M. Common mechanisms of nerve and blood vessel wiring. Nature 436, 193–200 (2005).
  130. De Bock, K. et al. Role of PFKFB3-driven glycolysis in vessel sprouting. Cell 154, 651–663 (2013).
  131. Schoors, S. et al. Partial and transient reduction of glycolysis by PFKFB3 blockade reduces pathological angiogenesis. Cell Metab. 19, 37–48 (2014).
  132.  Felten, D. L. & Felten, S. Y. Sympathetic noradrenergic innervation of immune organs. Brain Behav. Immun. 2, 293–300 (1988).
  133. McHale, N. G. & Thornbury, K. D. Sympathetic stimulation causes increased output of lymphocytes from the popliteal node in anaesthetized sheep. Exp. Physiol. 75, 847–850 (1990).
  134. Rosas-Ballina, M. et al. Acetylcholine-synthesizing T cells relay neural signals in a vagus nerve circuit. Science 334, 98–101 (2011). This study shows that the autonomic nervous system can directly regulate the immune system.
  135. Wang, H. et al. Nicotinic acetylcholine receptor alpha7 subunit is an essential regulator of inflammation. Nature 421, 384–388 (2003).
  136. Salmon, H., Remark, R., Gnjatic, S. & Merad, M. Host tissue determinants of tumour immunity. Nat. Rev. Cancer 19, 215–227 (2019).
  137. Maes, M. et al. The effects of psychological stress on humans: increased production of pro-inflammatory cytokines and a Th1-like response in stress-induced anxiety. Cytokine 10, 313–318 (1998).
  138. Cole, S. W. et al. Computational identification of gene-social environment interaction at the human IL6 locus. Proc. Natl Acad. Sci. USA 107, 5681–5686 (2010).
  139. Shahzad, M. M. et al. Stress effects on FosB- and interleukin-8 (IL8)-driven ovarian cancer growth and metastasis.J. Biol. Chem. 285, 35462–35470 (2010).
  140. Feig, C. et al. Targeting CXCL12 from FAP-expressing carcinoma-associated fibroblasts synergizes with anti-PD-L1 immunotherapy in pancreatic cancer. Proc. Natl Acad. Sci. USA 110, 20212–20217 (2013).
  141. Miller, A. M. et al. CD4+CD25high T cells are enriched in the tumor and peripheral blood of prostate cancer patients. J. Immunol. 177, 7398–7405 (2006).
  142. Bronte, V. et al. Boosting antitumor responses of T lymphocytes infiltrating human prostate cancers. J. Exp. Med. 201, 1257–1268 (2005).
  143. Nakai, A., Hayano, Y., Furuta, F., Noda, M. & Suzuki, K. Control of lymphocyte egress from lymph nodes through beta2-adrenergic receptors. J. Exp. Med. 211, 2583–2598 (2014).
  144. Qiao, G. et al. β-adrenergic signaling blocks murine CD8+ T-cell metabolic reprogramming during activation: a mechanism for immunosuppression by adrenergic stress. Cancer Immunol. Immunother. 68, 11–22 (2019).
  145. Wong, C. H. Y., Jenne, C. N., Lee, W. Y., Leger, C. & Kubes, P. Functional innervation of hepatic iNKT cells is immunosuppressive following stroke. Science 334, 101–105 (2011).
  146. Mohammadpour, H. et al. β2 adrenergic receptor-mediated signaling regulates the immunosuppressive potential of myeloid-derived suppressor cells. J. Clin. Invest. https://doi.org/ 10.1172/JCI129502 (2019).
  147. Bucsek, M. J. et al. β-adrenergic signaling in mice housed at standard temperatures suppresses an effector phenotype in CD8+ T cells and undermines checkpoint inhibitor therapy. Cancer Res. 77, 5639–5651 (2017).
  148. Borovikova, L. V. et al. Vagus nerve stimulation attenuates the systemic inflammatory response to endotoxin. Nature 405, 458–462 (2000).
  149. Cheng, Y. et al. Depression-induced neuropeptide Y secretion promotes prostate cancer growth by recruiting myeloid cells. Clin. Cancer Res. 25, 2621–2632 (2019).
  150. Joyce, J. A. & Fearon, D. T. T cell exclusion, immune privilege, and the tumor microenvironment. Science 348, 74–80 (2015).
  151. Hisasue, S. et al. Cavernous nerve reconstruction with a biodegradable conduit graft and collagen sponge in the rat. J. Urol. 173, 286–291 (2005).
  152. Twardowski, T., Fertala, A., Orgel, J. & San Antonio, J. Type I. Collagen and collagen mimetics as angiogenesis promoting superpolymers. Curr. Pharm. Des. 13, 3608–3621 (2007).
  153. Tuxhorn, J. A. et al. Reactive stroma in human prostate cancer: induction of myofibroblast phenotype and extracellular matrix remodeling. Clin. Cancer Res. 8, 2912–2923 (2002).
  154. Burns-Cox, N., Avery, N. C., Gingell, J. C. & Bailey, A. J. Changes in collagen metabolism in prostate cancer: a host response that may alter progression. J. Urol. 166, 1698–1701 (2001).
  155. Egeblad, M. & Werb, Z. New functions for the matrix metalloproteinases in cancer progression. Nat. Rev. Cancer 2, 161–174 (2002).
  156. Henriksen, J. H., Christensen, N. J. & Ring-Larsen, H. Noradrenaline and adrenaline concentrations in various vascular beds in patients with cirrhosis relation to haemodynamics. Clin. Physiol. 1, 293–304 (1981).
  157. Oben, J. A., Yang, S., Lin, H., Ono, M. & Diehl, A. M. Norepinephrine and neuropeptide Y promote proliferation and collagen gene expression of hepatic myofibroblastic stellate cells. Biochem. Biophys. Res. Commun. 302, 685–690 (2003).
  158. Kim-Fuchs, C. et al. Chronic stress accelerates pancreatic cancer growth and invasion: a critical role for beta-adrenergic signaling in the pancreatic microenvironment. Brain Behav. Immun. 40, 40–47 (2014).
  159. Szpunar, M. J., Burke, K. A., Dawes, R. P., Brown, E. B. & Madden, K. S. The antidepressant desipramine and alpha2-adrenergic receptor activation promote breast tumor progression in association with altered collagen structure. Cancer Prev. Res. 6, 1262–1272 (2013).
  160. Chen, D. & Ayala, G. E. Innervating prostate cancer. N. Engl. J. Med. 378, 675–677 (2018).
  161. Lillemoe, K. D. et al. Chemical splanchnicectomy in patients with unresectable pancreatic cancer. A prospective randomized trial. Ann. Surg. 217, 447–455; discussion 456–447 (1993)
  162. US National Library of Medicine. ClinicalTrials.gov, http://www.clinicaltrials.gov/ct2/show/NCT01520441 (2015).
  163. Al-Wadei, H. A., Al-Wadei, M. H. & Schuller, H. M. Prevention of pancreatic cancer by the beta-blocker propranolol. Anticancer Drugs 20, 477–482 (2009).
  164.  Powe, D. G. et al. Beta-blocker drug therapy reduces secondary cancer formation in breast cancer and improves cancer specific survival. Oncotarget 1, 628–638 (2010).
  165. De Giorgi, V. et al. Treatment with beta-blockers and reduced disease progression in patients with thick melanoma. Arch. Intern. Med. 171, 779–781 (2011).
  166. Diaz, E. S., Karlan, B. Y. & Li, A. J. Impact of beta blockers on epithelial ovarian cancer survival. Gynecol. Oncol. 127, 375–378 (2012).
  167. Grytli, H. H., Fagerland, M. W., Fossa, S. D., Tasken, K. A. & Haheim, L. L. Use of beta-blockers is associated with prostate cancer-specific survival in prostate cancer patients on androgen deprivation therapy. Prostate 73, 250–260 (2013).
  168.  Wang, H. M. et al. Improved survival outcomes with the incidental use of beta-blockers among patients with non-small-cell lung cancer treated with definitive radiation therapy. Ann. Oncol. 24, 1312–1319 (2013).
  169. Neeman, E., Zmora, O. & Ben-Eliyahu, S. A new approach to reducing postsurgical cancer recurrence: perioperative targeting of catecholamines and prostaglandins. Clin. Cancer Res. 18, 4895–4902 (2012).
  170. Bahnson, R. R., Andriole, G. L., Clayman, R. V. & Catalona, W. J. Catecholamine excess: probable cause of postoperative tachycardia following retroperitoneal lymph node dissection (RPLND) for testicular carcinoma. J. Surg. Oncol. 42, 132–135 (1989).
  171. Halme, A., Pekkarinen, A. & Turunen, M. On the excretion of noradrenaline, adrenaline, 17-hydroxycorticosteroids and 17-ketosteroids during the postoperative stage. Acta Endocrinol. 24, 1–52 (1957).
  172. Lindenauer, P. K. et al. Perioperative beta-blocker therapy and mortality after major noncardiac surgery. N. Engl. J. Med. 353, 349–361 (2005).
  173. Blessberger, H. et al. Perioperative beta-blockers for preventing surgery-related mortality and morbidity. Cochrane Database Syst. Rev. 3, CD004476 (2018).
  174.  Al-Niaimi, A. et al. The impact of perioperative beta blocker use on patient outcomes after primary cytoreductive surgery in high-grade epithelial ovarian carcinoma. Gynecol. Oncol. 143, 521–525 (2016).
  175. Yap, A. et al. Effect of beta-blockers on cancer recurrence and survival: a meta-analysis of epidemiological and perioperative studies. Br. J. Anaesth. 121, 45–57 (2018).
  176. Musselman, R. P. et al. Association between perioperative beta blocker use and cancer survival following surgical resection. Eur. J. Surg. Oncol. 44, 1164–1169 (2018).
  177. Cata, J. P. et al. Perioperative beta-blocker use and survival in lung cancer patients. J. Clin. Anesth. 26, 106–117 (2014).
  178. Horowitz, M., Neeman, E., Sharon, E. & Ben-Eliyahu, S. Exploiting the critical perioperative period to improve long-term cancer outcomes. Nat. Rev. Clin. Oncol. 12, 213–226 (2015).
  179. Denk, F., Bennett, D. L. & McMahon, S. B. Nerve Growth Factor and Pain Mechanisms. Annu. Rev. Neurosci. 40, 307–325 (2017).
  180. Smith, M. et al. Phase III study of cabozantinib in previously treated metastatic castration-resistant prostate cancer: COMET-1. J. Clin. Oncol. 34, 3005–3013 (2016).
  181. Collins, C. et al. Preclinical and clinical studies with the multi-kinase inhibitor CEP-701 as treatment for prostate cancer demonstrate the inadequacy of PSA response as a primary endpoint. Cancer Biol. Ther. 6, 1360–1367 (2007).
  182. Drilon, A. et al. Efficacy of larotrectinib in TRK fusion-positive cancers in adults and children. N. Engl. J. Med. 378, 731–739 (2018).
  183. Chan, E. et al. A phase I trial of CEP-701 + gemcitabine in patients with advanced adenocarcinoma of the pancreas. Invest. N. Drugs 26, 241–247 (2008).
  184. Shabbir, M. & Stuart, R. Lestaurtinib, a multitargeted tyrosine kinase inhibitor: from bench to bedside. Expert. Opin. Investig. Drugs 19, 427–436 (2010).
  185. US National Library of Medicine. ClinicalTrials.gov, http://www.clinicaltrials.gov/ct2/show/NCT00830180 (2014).
  186. Sopata, M. et al. Efficacy and safety of tanezumab in the treatment of pain from bone metastases. Pain 156, 1703–1713 (2015).
  187. Barford, K., Keeler, A., Deppmann, C. & Winckler, B. TrkA bumps into its future self. Dev. Cell 42, 557–558 (2017).
  188. Spitzer, N. C. Neurotransmitter Switching?No Surprise. Neuron 86, 1131–1144 (2015).
  189. Habecker, B. A. & Landis, S. C. Noradrenergic regulation of cholinergic differentiation. Science 264, 1602–1604 (1994).
  190. Yang, B., Slonimsky, J. D. & Birren, S. J. A rapid switch in sympathetic neurotransmitter release properties mediated by the p75 receptor. Nat. Neurosci. 5, 539–545 (2002).
  191. Yamamori, T. et al. The cholinergic neuronal differentiation factor from heart-cells is identical to leukemia inhibitory factor. Science 246, 1412–1416 (1989).
  192. Amit, M., Na’ara, S. & Gil, Z. Mechanisms of cancer dissemination along nerves. Nat. Rev. Cancer 16, 399–408 (2016).
  193. Taylor, H. B. & Norris, H. J. Epithelial invasion of nerves in benign diseases of the breast. Cancer 20, 2245–2249 (1967).
  194. Ali, T. Z. & Epstein, J. I. Perineural involvement by benign prostatic glands on needle biopsy. Am. J. Surg. Pathol. 29, 1159–1163 (2005).
  195. Cracchiolo, J. R. et al. Patterns of recurrence in oral tongue cancer with perineural invasion. Head. Neck. 40, 1287–1295 (2018).
  196. Fagan, J. J. et al. Perineural invasion in squamous cell carcinoma of the head and neck. Arch. Otolaryngol. Head Neck Surg. 124, 637–640 (1998).
  197.  Al-Hussain, T., Carter, H. B. & Epstein, J. I. Significance of prostate adenocarcinoma perineural invasion on biopsy in patients who are otherwise candidates for active surveillance. J. Urol. 186, 470–473 (2011).
  198. Beard, C. J. et al. Perineural invasion is associated with increased relapse after external beam radiotherapy for men with low-risk prostate cancer and may be a marker for occult, high-grade cancer. Int. J. Radiat. Oncol. Biol. Phys. 58, 19–24 (2004).
  199. Kraus, R. D. et al. The perineural invasion paradox: is perineural invasion an independent prognostic indicator of biochemical recurrence risk in patients with pT2N0R0 prostate cancer? A multi-institutional study. Adv. Radiat. Oncol. 4, 96–102 (2019).
  200. Zurborg, S. et al. Generation and characterization of an Advillin-Cre driver mouse line. Mol. Pain. 7, 66 (2011).
  201. Lau, J. et al. Temporal control of gene deletion in sensory ganglia using a tamoxifen-inducible Advillin-Cre-ERT2 recombinase mouse. Mol. Pain. 7, 100 (2011).
  202. Nassar, M. A. et al. Nociceptor-specific gene deletion reveals a major role for Nav1.7 (PN1) in acute and inflammatory pain. Proc. Natl Acad. Sci. USA 101, 12706–12711 (2004).
  203. Chen, X. et al. A chemical-genetic approach to studying neurotrophin signaling. Neuron 46, 13–21 (2005).
  204. Karai, L. et al. Deletion of vanilloid receptor 1_ expressing primary afferent neurons for pain control. J. Clin. Investigation 113, 1344–1352 (2004).
  205. Erin, N., Boyer, P. J., Bonneau, R. H., Clawson, G. A. & Welch, D. R. Capsaicin-mediated denervation of sensory neurons promotes mammary tumor metastasis to lung and heart. Anticancer. Res. 24, 1003–1009 (2004).
  206. Vincenzi, F. F. Effect of botulinum toxin on autonomic nerves in a dually innervated tissue. Nature 213, 394–395 (1967).
  207. Ben-Shaanan, T. L. et al. Modulation of anti-tumor immunity by the brain’s reward system. Nat. Commun. 9, 2723 (2018).
  208. Montgomery, K. L., Iyer, S. M., Christensen, A. J., Deisseroth, K. & Delp, S. L. Beyond the brain: optogenetic control in the spinal cord and peripheral nervous system. Sci. Transl Med. 8, 337rv335 (2016).
  209. Sternson, S. M. & Roth, B. L. Chemogenetic tools to interrogate brain functions. Annu. Rev. Neurosci. 37, 387–407 (2014).
  210. Lin, C. W. et al. Genetically increased cell-intrinsic excitability enhances neuronal integration into adult brain circuits. Neuron 65, 32–39 (2010).